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GUÍA PARA EL CÁLCULO DEL PERÍODO DE RETIRO EN TEJIDOS COMESTIBLES

Mayo 2011

Revisión: Mayo 2013 

Segunda revisión: Diciembre 2013

GUÍA PARA EL CÁLCULO DEL PERÍODO DE RETIRO EN TEJIDOS COMESTIBLES 

Tabla de Contenidos

Prólogo 4

1. Introducción 6

2. Glosario 6

3. Alcance de la guía 9

4. Estimación del período de retiro 9

4.1. Modelo estadístico 9

4.1.1. Base de datos 10

4.1.2. Supuestos del análisis de regresión lineal 11

4.1.2.1. Homogeneidad de varianzas (homocedasticidad) 11

4.1.2.2. Linealidad del ln de los datos experimentales 11

4.1.2.3. Normalidad de los errores 11

4.1.3. Procedimiento estadístico basado en el LMR 12

4.1.4. Procedimiento alternativo basado en el LMR 13

4.2. Tiempo de retiro estimado a partir de los residuos en el sitio de inyección 13

4.2.1. Interpretación 14

4.2.2. Principios generales 14

4.2.3. Diseño del estudio y toma de muestras 14

4.2.4. Procedimiento basado en el LMR 15

4.2.5. Procedimiento basado en la IDA 15

4.2.6. Procedimiento basado en el límite de exposición alternativo 17

5. Referencias 21

6. Anexo 22

1. Introducción

La seguridad del consumidor necesita ser resguardada mediante la valoración de todas las sustancias farmacológicamente activas destinadas a ser usadas en animales productores de alimentos. Los períodos de retiro son determinados con el objeto de asegurar que los residuos de dichas sustancias en los tejidos comestibles disminuyan hasta concentraciones permitidas. 

Mientras que el límite máximo de residuos (LMR) para un determinado tejido se aplica para el principio activo en sí mismo, el período de retiro se fija de manera individual para cada medicamento veterinario como parte del proceso de autorización de comercialización.

El principio activo incluido en el medicamento veterinario que se administra a los animales productores de alimentos no necesariamente es la sustancia que estará presente en los productos comestibles. Los sistemas enzimáticos o fluidos fisiológicos de un animal, pueden actuar sobre dicho principio activo administrado y producir nuevas sustancias tales como metabolitos que pueden ser tanto o más nocivos para el consumidor que el principio activo original. La concentración de estas sustancias en los productos comestibles de origen animal estará en función de la velocidad y el grado de absorción del agente farmacológico original, la velocidad del  metabolismo  y  la tasa de excreción tanto  del principio activo original  como de sus metabolitos. Por lo tanto, el residuo total del agente farmacológico administrado en los animales tratados se compondrá del principio activo original, metabolitos libres y metabolitos que están unidos a moléculas endógenas. 

Debido a que los diferentes componentes de los residuos totales pueden diferir en sus potenciales toxicológicos, es que se debe proporcionar información sobre la naturaleza química, la cantidad y la persistencia de los residuos totales en los tejidos comestibles de los animales que han sido objeto del tratamiento.

La forma más simple y práctica de determinar el período de retiro ha sido la de identificar el momento en que en todos los tejidos monitoreados de todos los animales experimentales, las concentraciones se ubican por debajo del LMR. En algunos casos y, cuando hay una variabilidad marcada entre los datos de eliminación, se suele agregar un período de tiempo como factor de seguridad.

En algunos casos, se han utilizado métodos estadísticos que, de ser aceptados en forma generalizada generarían una gran oportunidad de armonización.

La elección del método estadístico a utilizar es responsabilidad del solicitante, en cualquier caso, deberá estar debidamente justificado con documentos adecuados.

En esta guía se describen los procedimientos estandarizados para poder establecer el período de retiro apropiado para cada principio activo asociado a una forma farmacéutica, dosis y vía de administración propuesta para una determinada especie animal, a fin de garantizar la seguridad del consumidor.

2. Glosario

Canasta alimenticia estándar: Es una estimación de la cantidad total de alimento de origen animal que es consumida diariamente por un adulto de 60 kg. La canasta alimenticia básica usa cifras arbitrarias de consumo que se basan en los percentiles superiores de la ingesta diaria de alimentos de origen animal. 

Las cifras de consumo diario de alimentos de origen animal son:

Para mamíferos: 

300 g de músculo, 50 g de grasa o grasa y piel, 100 g de hígado y 50 g de riñón.

Para  aves: 

300 g de músculo, 90 g de grasa y piel, 100 g de hígado y 10 g de riñón.

Para peces: 

300 g de músculo y piel en proporciones naturales

Se consideran además un consumo de 1,5 l de leche, 100 g de huevos y 20 g de miel.

La estimación del riesgo del consumo de residuos presentes en una canasta alimenticia, se realiza teniendo en cuenta la IDA.

Principio activo – Agente Farmacológico (del inglés API: Active Pharmacological Ingredient) – Sustancia Farmacológicamente Activa: Es toda sustancia que puede utilizarse para la curación, mitigación, tratamiento, prevención o diagnóstico de las enfermedades del hombre o de los animales.

Ingesta Diaria Admisible (IDA): Es la estimación del residuo, expresado en términos de unidades de peso por kilogramo de peso vivo (kg/pv), que puede ser ingerida diariamente durante toda la vida, sin riesgo apreciable para la salud del consumidor.

Intervalo de confianza: Valores entre los cuales se espera hallar con cierto grado de certeza el valor de un parámetro poblacional.

Límite Máximo de Residuo (LMR): Es la concentración máxima de residuos presente en los productos y subproductos pecuarios que no implican riesgo para la salud del consumidor, sobre la base de hechos conocidos hasta su recomendación. (Definición CAMEVET)

Límite de cuantificación (LOQ): Es la menor concentración de un analito, cuya presencia se puede determinar con un grado específico de exactitud y precisión, dentro de límites estadísticos establecidos.

Límite de detección (LOD): Es la menor concentración de un analito que puede detectarse pero no necesariamente cuantificarse en una muestra dentro de límites estadísticos establecidos.

Límites de tolerancia: Son los valores extremos de una serie de valores (intervalo) entre los cuales se espera hallar con cierto grado de certeza un determinado porcentaje de los individuos de una población determinada.

Medicamento veterinario: toda sustancia química, biológica, biotecnológica o preparación manufacturada (elaborada) que se administra de forma individual o colectiva, directa o mezclada con los alimentos, destinada a la prevención, cura o tratamiento de las enfermedades de los animales.

Carencia – Período de Resguardo – Restricción de Uso – Período de Retiro – Período de Supresión: Período de tiempo mínimo que debe transcurrir entre la última aplicación de un medicamento veterinario a un animal, en las condiciones normales de empleo, y la obtención de productos alimenticios de dicho animal, para garantizar que dichos productos alimenticios no contengan residuos en cantidades que superen los límites máximos establecidos.

Producto Veterinario (definido según CAMEVET): Se entiende por producto veterinario a toda sustancia química, biológica, biotecnológica o preparación manufacturada cuya administración sea individual o colectiva directamente suministrado o mezclado con los alimentos o agua de bebida, con destino a la prevención, diagnóstico, curación o tratamiento de las enfermedades de los animales incluyendo en ello a aditivos, suplementos, promotores, mejoradores de la producción animal, antisépticos, desinfectantes de uso ambiental o en equipamientos y ectoparasiticidas y todo otro producto que, utilizado en los animales y su hábitat, proteja, restaure o modifique sus funciones orgánicas y biológicas. Comprende además los productos destinados al embellecimiento de los animales.

Residuo marcador: Es un analito que es confiable para determinar la presencia de residuos de un determinado principio activo en un tejido. El residuo marcador, puede ser la molécula madre o cualquiera de sus metabolitos, productos de degradación o una combinación de cualquiera de estos. El marcador también puede ser un derivado químico de uno o varios de los componentes del residuo. La relación entre el residuo marcador y la concentración de los residuos de interés en los tejidos comestibles debe ser conocida (residuo marcador/residuos de interés). El LMR refleja entonces la mayor concentración permitida del residuo marcador en los tejidos comestibles. 

Residuo total: Consiste en la fracción del medicamento original conjuntamente con todos los metabolitos y productos provenientes de este medicamento, que permanecen en el alimento después que el medicamento haya sido suministrado a los animales productores de alimentos.

El total de residuos normalmente incluye todos los residuos relacionados al agente farmacológico (molécula madre junto con sus metabolitos), y en la mayoría de los casos es idéntica a la totalidad de residuos determinada por estudios de eliminación tisular radiométricos. 

Residuos de importancia toxicológica: Para la estimación de una exposición basada en una IDA toxicológica, el residuo de interés es el residuo de importancia toxicológica. Este incluye normalmente todos los compuestos relacionados con la molécula (molécula madre con los metabolitos) y en la mayoría de los casos es idéntica a la totalidad de residuos determinada por estudios de depleción tisular radiométricos. Sin embargo, si se demuestra que un componente del residuo o una fracción de la totalidad de los residuos es toxicológicamente inactiva, es posible descontar ésta del residuo total o cualquier otra fracción de residuos que no sea biodisponible por vía oral o de metabolitos de los que se sabe que son toxicológicamente inactivos.

Residuos de interés farmacológico: Para la estimación de una exposición basada en una IDA farmacológica, el residuo de interés es el residuo de importancia farmacológica. Normalmente se considera a la molécula madre más cualquier otro residuo de la misma. En ausencia de datos sobre actividad farmacológica de los componentes del residuo total, se asume que el total de residuos presentan la misma actividad farmacológica que la molécula madre.

Residuos de interés microbiológico: Para la estimación de una exposición basada en una IDA microbiológica, el residuo de interés es el que tiene importancia microbiológica. En la mayoría de los casos este es idéntico a los residuos que se determinan en ensayos microbiológicos. En ausencia de tales datos, puede ser usado el residuo total o alternativamente la suma de los componentes individuales de los que se conoce que presentan actividad microbiológica. Por lo tanto, se asume que la actividad microbiológica del residuo total o de los metabolitos y/o productos de degradación es igual a la molécula madre.

Sitio de inyección: Es un área de tejido en donde el medicamento veterinario ha sido inyectado. Las muestras de tejido obtenidas de los sitios de inyección para la realización de estudios de residuos, deben ser representativas de lo que con probabilidad puede ser seleccionado como tejido comestible en los procedimientos de faena. La muestra de tejidos deberá incluir tejido muscular, tejido conectivo y grasa subcutánea en proporciones naturales (el recorte de las muestras para eliminar el tejido conectivo y la grasa adherida al músculo se consideran procedimientos artificiales que se alejan de la situación real). Los sitios de inyección no deben incluir la porción de piel que recubre al mismo, dado que esta no es requerida para el análisis de los residuos. 

Tejido: Todo tejido animal comestible, inclusive músculos y subproductos (Definiciones establecidas y adoptadas por el Comité Mixto FAO/OMS de Expertos en Aditivos Alimentarios - JECFA).

3. Alcance de la guía

Esta guía es una recomendación para el cálculo de períodos de retiro adecuados para  tejidos comestibles provenientes de animales productores de alimentos cuando a estos se les aplica un medicamento veterinario (MV) determinado, en un intento de armonizar la metodología utilizada internacionalmente para esos fines. Esta guía también pone énfasis en la determinación del tiempo de retiro por el método estadístico basado en el límite máximo de residuos (LMR), el cual es considerado de primera elección.

La presente guía no tiene como alcance el cálculo de períodos de retiro en otros  productos de origen animal como ser leche, huevos, miel y productos de acuicultura, los cuales requieren una consideración aparte.

Se describen los siguientes procedimientos:

- Procedimiento estadístico basado en el LMR

- Procedimiento alternativo basado en el LMR.

- Tiempo de retiro pre-faena estimado a partir de los residuos en el sitio de inyección (incluye método basado en el LMR, IDA y procedimiento basado en el límite de exposición alternativo).

Los estudios de residuos mencionados deben incluir la descripción y la validación de los métodos analíticos (ver Guía 2: “Guía para la Validación de Métodos Analíticos para la Determinación de Residuos en Matrices Biológicas”).

Para el diseño experimental de la fase animal se recomienda ver Guía  1 “Guía Técnica para la Conducción de Estudios de Metabolismo y Cinética de Residuos de Agentes farmacológicos de Uso Veterinario en Animales Productores de Alimentos” 

4. Estimación del período de retiro

4.1. Modelo estadístico

El cálculo del período de retiro mediante el método estadístico, se basa en principios aceptados de farmacocinética básica. Tomando como base un modelo farmacocinético de un compartimiento, la relación entre la concentración de un principio activo y el tiempo durante las fases de absorción, distribución y eliminación, puede ser descripta por términos matemáticos multi-exponenciales. Sin embargo, la eliminación de dicha sustancia y/o sus metabolitos desde los tejidos, da lugar a una curva de concentraciones tisulares que sigue una declinación exponencial de orden uno, la que puede ser adecuadamente descrita por un modelo de un compartimento con un solo término exponencial. La ecuación de primer orden aparente que describe la cinética de depleción tisular es la siguiente:

Ct = C0 e-kt

donde Ct  es la concentración tisular a un tiempo dado, C0 es la concentración de residuo a tiempo cero , e es la base de los logaritmos naturales, k es la constante de primer orden aparente de eliminación y t es el tiempo. 

El término C0 representa el punto de intersección en el eje de la ordenada a tiempo cero, el mismo es en realidad solo una concentración teórica necesaria para el ajuste de los datos experimentales con el modelo de un solo término exponencial. Por pertenecer a una ecuación que describe una función exponencial decreciente, la constante lleva signo negativo. 

La linealidad de la gráfica del logaritmo natural de las concentraciones tisulares en función del tiempo (ln Ct vs t), proporciona evidencia que el modelo de un término exponencial es aplicable y que el análisis estadístico de regresión lineal de los datos transformados logarítmicamente, puede ser considerado como método confiable para la estimación del período de retiro. En ese caso, los datos experimentales pueden ser descriptos por la ecuación de primer grado, también conocida como ecuación general de una recta que está dada por la siguiente expresión:

y = a + bx

donde y es un valor sobre el eje de la ordenada, x es un valor en el eje de la abscisa, a es el punto donde la recta cruza al eje de la ordenada y b indica la cantidad con la cual y cambia por cada unidad de cambio en x. El valor de a se conoce como ordenada en el origen y el valor de b como pendiente de la recta.

El procedimiento que se utiliza para obtener la recta deseada se conoce como método de  cuadrados mínimos, y la recta resultante (mejores valores promedios estimados en cada punto de muestreo) se conoce como recta de cuadrados mínimos.

4.1.1. Base de datos

El análisis de regresión lineal requiere que los datos experimentales sean independientes unos de otros. Corrientemente los datos de depleción tisular reúnen esta condición debido a que se originan de diferentes individuos.

En caso de disponer de mediciones duplicadas o triplicadas de concentraciones tisulares de una única muestra, para la realización del análisis de regresión lineal se empleará el valor promedio. 

Para evitar el error en el cálculo de la pendiente y el punto de intersección, cada dato de concentración tisular deberá en lo posible, originarse del mismo número de mediciones repetidas. 

Como indicación general de acuerdo con la especie animal se debería emplear entre 4 y 10 animales por punto de muestreo (día de sacrificio).  Un esquema básico sería disponer de datos de concentraciones tisulares de 16 (dieciséis) animales, los cuales serían sacrificados en grupos de 4 (cuatro) individuos en 4 (cuatro) días de sacrificio convenientemente distribuidos.

Los datos experimentales de concentración tisular que sean mayores al límite de detección (LOD) y menores al límite de cuantificación (LOQ) tienen un valor informativo aunque no estrictamente cuantificable. Por tanto, si es necesario que sean incluidos en el análisis, serán considerados como valores opcionales y su uso deberá ser fundamentado correctamente. 

Se deben excluir del análisis los datos experimentales reportados como menores al LOD.

Cuando todos o algunos de los datos experimentales reportados en un día de sacrificio sean “opcionales” deberá considerarse la posibilidad de excluir del análisis al tiempo de sacrificio correspondiente. Debe tenerse en cuenta que se precisa un mínimo de tres puntos de muestreo (días de sacrificio) tomados durante la fase de eliminación terminal y un mínimo de tres muestras (animales) por punto de muestreo para poder realizar un análisis de regresión lineal.

Los datos experimentales de concentración tisular deben ser reportados tal cual ellos fueron cuantificados, es decir sin ser corregidos por los valores de recuperación de la técnica analítica, los cuales deben ser adjuntados con los datos de los experimentos de recuperación y el factor de corrección que deriva de ellos. En este caso, antes de realizar el análisis de regresión lineal, los datos experimentales deben corregirse con el factor de corrección de recuperación antes de ser transformados logarítmicamente. Cuando el ensayo es hecho usando una curva de calibración obtenida con muestras fortificadas antes del proceso de extracción no hay necesidad de realizar corrección por recuperación.

4.1.2. Supuestos del análisis de regresión lineal

Para realizar un análisis de regresión lineal es necesario que se cumplan los siguientes supuestos básicos:

- Que existe homogeneidad de varianzas (homocedasticidad) entre los ln de los datos experimentales en cada punto de muestreo (día de sacrificio).

- Que existe linealidad de los ln de los datos experimentales en función del tiempo.

- Que existe distribución normal (gaussiana) de los errores.

4.1.2.1. Homogeneidad de varianzas (homocedasticidad)

Debe confirmarse que las varianzas de los ln de los datos experimentales de los diferentes días de sacrificio son homogéneas. Diferentes test estadísticos pueden ser usados para este propósito tales como el test de Bartlett, el test de Hartley y el test de Cochran.

4.1.2.2. Linealidad del ln de los datos experimentales

La inspección visual de la gráfica de los ln de los datos experimentales en función del tiempo es a menudo suficiente para asegurar que existe relación lineal entre los datos experimentales. 

Un desvío de la linealidad de los ln de los datos experimentales en los primeros tiempos de muestreo puede indicar que el proceso de distribución de los residuos marcadores aún no ha concluido y por lo tanto estos puntos deberían ser excluidos del análisis. 

Desviaciones de la linealidad en los últimos puntos de muestreo pueden ser debidas a concentraciones por debajo del LOD, por lo tanto el proceso cinético de depleción tisular no debe ser considerado en estos tiempos de muestreo y está justificada la exclusión de estos valores del análisis estadístico. 

Debe tenerse en cuenta que el resto de los datos experimentales presentes en los restantes puntos de muestreo deben ser conservados, a menos que su exclusión esté debidamente justificada.

Para asegurar estadísticamente la linealidad de la recta de regresión, debe realizarse un análisis de varianza. El procedimiento consiste en comparar la variación entre los grupos de medias y la recta estimada con la variación entre animales dentro de los grupos.

4.1.2.3. Normalidad de los errores

La distribución normal de los errores puede ser observada mediante inspección visual de las residuales ordenadas versus su frecuencia de distribución acumulativa en una escala de probabilidad normalizada.

Las residuales, son las diferencias entre los valores observados y sus correspondientes valores estimados (diferencia entre los valores transformados logarítmicamente y los valores estimados por la recta de regresión).

Una línea recta, indica que la distribución de las residuales observada es consistente con el supuesto de una distribución normal. Para verificar los resultados del gráfico de residuales, se puede aplicar el test de Shapiro-Wilk. Este test ha demostrado ser eficaz aún en presencia de muestras pequeñas.

La gráfica de la frecuencia acumulativa de distribución de las residuales puede ser usada como un test muy sensible. Las desviaciones a partir de la línea recta indican una distribución no normal de las residuales, la cual puede ser debida a:

- Desvíos a partir de la normalidad de los datos de las concentraciones tisulares de los residuos marcadores  transformados logarítmicamente dentro de uno o más grupos de sacrificio.

- Desvíos a partir de los valores estimados por la regresión lineal (recta de regresión).

- No homogeneidad de varianzas (heterocedasticidad).

- Valores aberrantes.

En la presentación de los datos experimentales usando las residuales normalizadas (residual dividida por el error residual Sy, x), un valor aberrante podría presentar un valor <-4 o > + 4, indicando que la residual presenta un valor desviado cuatro desvíos estándar de la línea de regresión. El uso que se dé a este tipo de datos deberá ser justificado, teniendo en cuenta la información que se tenga sobre el animal del cual proviene la muestra.

4.1.3. Procedimiento estadístico basado en el LMR

El período de retiro deberá ser calculado usando los resultados de los datos estimados por la línea de regresión. El período de retiro es el tiempo en el que el límite superior del intervalo de tolerancia al 95% estimado con un intervalo de confianza al 95% intersecta al valor del límite máximo de residuos (LMR).

Si este tiempo no corresponde a un día completo, el período de retiro estimado se redondea hasta el día siguiente. Por ejemplo, si el período de retiro estimado es 6,3 días, entonces éste se fija en 7 días.

El valor del límite superior del intervalo de tolerancia al 95% con un intervalo de confianza al 95%, se calculará empleando el método de distribución de t no centralizada que se describe en el anexo.

No es válido estimar el período de retiro a partir de la ausencia de datos de concentración tisular menores al LMR.  Por lo tanto, para calcular el mismo se debe disponer de datos experimentales que presenten valores menores al LMR en al menos el último tiempo de muestreo. Dada esta perspectiva se necesita que el LOQ de la técnica analítica sea siempre menor al LMR utilizado. Se recomienda que el LOQ sea al menos la mitad del LMR.

El período de retiro puede ser estimado usando el software WT1.4 recomendado por  EMA. El período de retiro también puede ser estimado usando el método desarrollado por Stange, que es propuesto por la EMA. Este es metodológicamente más sencillo de realizar y proporciona resultados comparables al método que emplea la distribución de t no centralizada.

4.1.4 Procedimiento alternativo basado en el LMR

Este procedimiento, también conocido como “regla de decisión” es un método alternativo cuando los datos experimentales disponibles no permiten el uso del modelo estadístico basado en el LMR. 

No es posible proponer recomendaciones generales para este procedimiento, ya que los resultados van a depender del tamaño de la muestra, el momento en el que se realice el sacrificio de los animales, la toma de las muestras biológicas, la variabilidad de los datos experimentales y los factores relacionados a la metodología analítica.

El método se basa en fijar el período de retiro, al momento en el que las concentraciones tisulares de todos los animales se encuentren por debajo del valor del LMR. Sin embargo, una vez que se ha estimado este tiempo, debe ser fijado un margen de seguridad para compensar la incertidumbre biológica que representa la variabilidad de la cinética de depleción tisular.

La dimensión del margen de seguridad va a depender de varios factores asociados al diseño experimental y a las propiedades farmacocinéticas del principio activo en estudio.

Aunque no es posible proporcionar una recomendación general aplicable a todos los casos, una guía aproximada para calcular la duración del margen de seguridad es incrementar en un 10% - 30% el valor del tiempo en el que todas las concentraciones tisulares se hallan por debajo del LMR. Otra alternativa es incrementar el mencionado tiempo en un valor equivalente a 1-3 veces la semivida de depleción tisular.

4.2. Tiempo de retiro estimado a partir de los residuos en el sitio de inyección

Además del efecto de la formulación, dosis y frecuencia de administración sobre la duración del período de retiro, éste está influido sustancialmente por la vía de administración. Las formulaciones inyectables pueden presentar una cinética de eliminación de residuos desde el sitio de inyección significativamente más lenta que la observada en el resto de los tejidos comestibles. 

Este fenómeno puede atribuirse al diseño de sistemas de liberación lenta, formulaciones de depósito, propiedades físico-químicas de la molécula, la vía de administración subcutánea, intramuscular u otros factores atribuibles a la variabilidad de la vía de administración (ej: en el tejido conectivo entre los músculos semitendinoso y semimembranoso).

A diferencia de otros tejidos, la localización exacta de las muestras de los sitios de inyección destinadas para su análisis puede tener un impacto considerable sobre la concentración de residuos hallada. Además, el metabolismo y/o degradación de los principios activos en el sitio de inyección puede ocasionar que la composición del residuo total pueda ser muy diferente respecto de lo hallado en otros tejidos.

Todo esto muestra que desde un punto de vista farmacológico, el sitio de inyección no es comparable en forma directa con músculo u otros tejidos comestibles. De la misma manera, los períodos de retiro establecidos para tejido muscular de localización remota respecto del sitio de inyección, no son adecuados para garantizar que los residuos presentes en el sitio de inyección hayan disminuido a concentraciones seguras. Hay que tener en cuenta que el procedimiento para calcular los LMR incluye un análisis de riesgo de residuos de medicamentos veterinarios en alimentos basado en la IDA, la cual considera la exposición dietética a los residuos a lo largo de toda la vida.

Por lo tanto, los residuos en el sitio de inyección necesitan una consideración particular respecto del riesgo para los consumidores de los animales tratados.

4.2.1. Interpretación

Debe tenerse en cuenta que el período de retiro en el sitio de inyección estimado de acuerdo a esta guía, no necesariamente debe ser considerado como el período de retiro definitivo para el producto veterinario en estudio. 

El período de retiro en el sitio de inyección debe ser considerado en comparación con los períodos de retiro basados en la depleción de residuos en los otros tejidos comestibles. Finalmente el período de retiro seleccionado para el medicamento veterinario en consideración deberá estar debidamente justificado.

4.2.2. Principios generales

Los residuos de interés que permanecen en el sitio de inyección necesitan ser conocidos. En el caso de los medicamentos veterinarios que contienen nuevos principios activos, es necesario realizar una apropiada caracterización de los residuos relacionados a las moléculas activas, incluyendo metabolitos y productos de degradación y/o conversión de posible impacto biológico. Esta información se obtiene en estudios de depleción de residuos radiométricos (ej. residuo total) o cuando fuere apropiado, en estudios de depleción de residuos orientados a la caracterización toxicológica, farmacológica y microbiológica de los mismos.

Para medicamentos veterinarios que contienen principios activos conocidos y de los cuales se conoce la composición de los residuos en el sitio de inyección, los estudios de depleción de residuos radiométricos no son necesarios, y solo se requiere la valoración del principio activo original o cualquier otro componente relevante del residuo en el sitio de inyección (ej. el residuo marcador). La información referida a la relación entre residuo marcador/residuo total, puede ser obtenida a partir de la información disponible en la literatura. 

4.2.3 Diseño del estudio y toma de muestras

Para la toma de muestra se recomienda consultar la Guía n° 1 G.F: “Guía Técnica para la Conducción de Estudios de Metabolismo y Cinética de Residuos de Agentes Farmacológicos de Uso Veterinario en Animales Productores de Alimentos”, ítem 4.6.2

El reporte del estudio de depleción de residuos en el sitio de inyección deberá acompañarse de una descripción completa y detallada del diseño y las condiciones experimentales, la selección del sitio de inyección del producto, la técnica usada para la inyección, el instrumental utilizado, la profundidad de la inyección (intramuscular), medidas tomadas para permitir la localización precisa del sitio de inyección al momento del sacrificio, detalle de la técnica de obtención y acondicionamiento de la muestra.

4.2.4 Procedimiento 

Con respecto a la ingestión de residuos en el punto de inyección, como se dijo, debe tenerse en cuenta que se trata de un evento esporádico. Por tanto, la determinación del período de restricción de uso debe basarse en parámetros que permitan cuantificar el riesgo de la exposición dietética a corto plazo. Dependiendo de las características del principio activo, el concepto de la Dosis de Referencia Aguda (ARfD) sería el más adecuado. Sin embargo en algunos casos puede ser más adecuado algún otro parámetro de referencia y también debe tenerse en cuenta que para muchos principios activos la ARfD no está disponible. Para estos casos deberá proponerse y justificarse algún otro límite de referencia entre los que pueden mencionarse los siguientes: dosis terapéutica humana, cantidad máxima de ingestión recomendada (ej. vitaminas), máximo nivel de ingesta tolerable (ej. minerales/elementos traza), niveles basales o naturales para compuestos que pueden ser producidos de manera endógena (ej. hormonas).  Deberá considerarse la aplicación de un factor de seguridad a cualquier límite de referencia que sea seleccionado.

También puede transformarse el LMR de músculo o grasa (de acuerdo a la especie animal o al principio activo que se trate), aplicando un factor de 10 o más en un límite de referencia apropiado para este uso. La selección de cualquier límite de referencia deberá estar justificada. 

Cuando este procedimiento es aplicado, debe sin embargo corroborarse que el residuo marcador es válido para predecir los residuos de interés en el sitio de inyección. 

El tiempo de retiro deberá asegurar que la concentración de los residuos  haya disminuido por debajo del límite de referencia seleccionado para el sitio de inyección. Su cálculo deberá ser realizado de acuerdo a lo descripto para los tejidos comestibles en los puntos 4.1.3 y 4.1.4. 

ESQUEMA COMPARATIVO DE MUESTREO Y ANÁLISIS DE LOS TEJIDOS COMESTIBLES Y ESTIMACIÓN DEL PERÍODO DE RETIRO MEDIANTE EL PROCEDIMIENTO BASADO EN EL LMR.

1- El período de retiro debe ser estimado para todos los tejidos comestibles y será calculado en base a los procedimienos propuestos en esta guía. El período de retiro más prolongado será considerado el más apropiado.

2- Si el producto veterinario se administró por vía parenteral (IM – SC), el período de retiro del tejido muscular será reemplazado por el período de retiro de los tejidos en el sitio de inyección.

5. Bibliografía

1- Bartlett, M. S. (1937). Properties of sufficiency and statistical tests. Proceedings of the Royal Statistical Society Series A 160, 268–282.

2- CVMP (1994) Position Paper: Approach towards Harmonisation of Withdrawal Periods, III/5934/94-EN, Nov. 1994.

3- David, H.A. (1952). "Upper 5 and 1% points of maximum F-ratio." Biometrika, 39, 422–424.

4- EMEA/CVMP/036/95: Note for Guidance: Approach Towards Harmonisation of Withdrawal Periods. (CVMP adopted April 96).

5- FDA (1983), General Principles for Evaluating the Safety of Compound Used in Food-Producing Animals.

6- FDA (1994), General Principles for Evaluating the Safety of Compound Used in Food-Producing Animals.

7- Graf, U.; Henning, H.I.; Stange, P.T. (1987) Wilrich, Formeln und Tabellen der angewndten matematischen Statistik, 3rd ed., Springer Verlag, Berlin, Hidelberg, New York, London, Paris, Tokio.

8- Hartley, H.O. (1950). The Use of Range in Analysis of Variance Biometrika, 37, 271–280.

9- O'Brien, R.G. (1981). A simple test for variance effects in experimental designs. Psychological  Bulletin, 89, 570–574.

10- Owen, D.B. (1962), Handbook of Statistical Tables, Addison-Wesley Publishing Company, Reading, Massachusetts.

11- Pearson, E.S., Hartley, H.O. (1970). Biometrika Tables for Statisticians, Vol 1.

12- Shapiro, S. S.; Wilk, M. B. (1965). "An analysis of variance test for normality (complete samples)". Biometrika 52 (3-4): 591–611.

13- Stange, K. (1971) Angewandte Statistik, Vol. II, pp. 141-143, Springe Verlag, Berlin, Heidelberg, New York.

14- VICH (2009) Guidelines for the validation of analytical Methods used in residue Depletion Studies. VICH International Cooperation on Harmonisation of Technical Requirements for Registration of Veterinary Medicinal Products, GL 49 (MRK) - Method Used in Residue Depletion Studies. For consultation at step 4 - Draft 1.

15- William, J., Conover (1999). Practical Nonparametric Statistics (Third Edition ed.) Wiley, New York, NY USA. pp. 388–395.

6. Anexo

Procedimientos estadísticos

Test de Bartlett

El test de Bartlett, es usado para chequear si un número de k muestras provienen de poblaciones que presentan varianzas similares. La igualdad de varianzas entre diferentes muestras se denomina homogeneidad de varianzas u homocedasticidad. 

El uso del test de Bartlett se justifica en el hecho que muchos test estadísticos como por ejemplo el test de diferencias de medias de de t-de Student o el análisis de varianza asumen que las varianzas entre diferentes muestras son iguales.

La FDA  recomienda el uso de este test debido a su robustez, aunque es extremadamente sensible a desvíos de normalidad. Por otra parte este test solo puede ser usado cuando cada grupo de datos es igual o mayor a 5 (cinco). Presenta la ventaja que se pueden comparar grupos de datos de diferentes tamaños.

El test de Bartlett se usa para chequear la hipótesis nula, H0 de que las varianzas poblacionales son iguales, respecto de la hipótesis alternativa H1 de que al menos dos son diferentes. Si disponemos de k muestras con un tamaño de ni muestras y una varianza Si2 el estadístico de Bartlett es: 

donde        y                                           es el estimador de la varianza total. 

El estadístico del test de Bartlett tiene aproximadamente una distribución ?2k-1. La hipótesis nula es rechazada cuando ?2  > ?2k-1,? , donde ?2k-1,?, es el valor crítico superior para una distribución ?2k-1.

Test de Hartley 

Este test, desarrollado en 1950 por Hartley, y es también conocido como el test de Fmax o el test de Fmax de Hartley. Es utilizado en el análisis de varianza para verificar que diferentes grupos tiene varianzas similares, condición indispensable para realizar comparaciones entre grupos mediante la aplicación de test estadísticos paramétricos. El test presenta la desventaja de que solo puede usarse para comparar grupos de datos de igual tamaño. 

El test se basa en el cálculo de la relación entre la varianza grupal mayor (max sj2) y la varianza grupal menor (min sj2). El valor resultante, es entonces comparado con el valor crítico presente en una tabla de distribución de Fmax. 

Se asume que los grupos presentan varianzas similares si el valor calculado es menor que el valor crítico.

El test de Hartley asume que los datos de cada grupo presentan distribución normal y que los grupos presentan igual número de individuos. Este test, aunque conveniente, es poco sensible a desvíos de distribución normal.

Test de Cochran

Este test, desarrollado por William Gemmell Cochran es un análisis de dos vías de bloques aleatorios, donde el resultado de la comparación solo puede tener dos resultados. El test de Cochran, también conocido como Test Q de Cochran, es un test de estadística no paramétrica. 

La EMEA considera que éste es el mejor test, ya que es más sencillo que el test de Bartlett. Por otra parte es menos sensible a desvíos de normalidad que este último y además puede ser usado para analizar grupos de datos de diferente tamaño. 

El test asume que el número de tratamientos experimentales es mayor a dos (k>2) y que las observaciones están organizadas en un determinado número (b) bloques tal como se presenta a continuación:

Tratamiento 1

(k1) Tratamiento 2

(k2) …. Tratamientoi

(ki)

Bloque 1 (b1) X11 X12 …. X1k

Bloque 2 (b2) X21 X22 …. X2k

Bloque 3 (b3) X31 X32 …. X3k

Bloque 4 (b4) …. …. …. …..

Bloquei  (bi) Xb1 Xb2 ….. Xbk

El test de Cochran parte de la hipótesis nula (H0) que afirma que los tratamientos son iguales, y la hipótesis alternativa (H1) afirma que existe diferencia entre los tratamientos.

El estadístico del test de Cochran es:

donde

k es el número de tratamientos

X.j es el valor total de las columnas al jésimo tratamiento

b es el número de bloques

Xi. es el valor total de las celdas al jésimo bloque

N es el valor del total de las muestras

El nivel de significancia de la región crítica está dado por:

donde X1-?, k-12 es el cuantil (1-?) de la distribución de chi-cuadrado con un grado de libertad de k-1. La hipótesis nula es rechazada si el valor del estadístico cae dentro de la región crítica.

Test de Shapiro-Wilk

Este test fue publicado en 1965 por Samuel Shapiro y Martin Wilk, y se lo emplea para chequear la hipótesis nula (H0) de que una muestra X1,……,Xn proviene de una población con distribución normal.

El test parte de la hipótesis nula (H0) que afirma que los datos experimentales proviene de una población con distribución normal, y la hipótesis alternativa (H1) afirma los datos experimentales provienen de una población con distribución no normal. El estadístico del test es el siguiente:

                   

donde:

x(i) es el iésimo orden estadístico, ej: el menor valor en la muestra

      es la media de la muestra.

Las constantes ai están dadas por la siguiente ecuación:

donde

m1,….,mn son valores esperados del orden estadístico de variables independientes y con idéntica distribución aleatoria, provenientes de poblaciones con distribución normal, y V es la matriz de covarianza de esos ordenes estadísticos.

La hipótesis nula se rechaza cuando el valor del estadístico (W) es menor que el error alfa seleccionado (0,05). En caso que el estadístico (W) sea mayor al nivel alfa seleccionado, entonces no se puede rechazar la hipótesis nula y se asume que los datos experimentales provienen de una población con distribución normal. 

Cálculo del límite superior del intervalo de tolerancia

Si bien la FDA propone estimar el límite superior del intervalo de tolerancia al 99% con un intervalo de confianza al 95%. Una objeción que se le hace a este criterio, es la excesiva extrapolación de los valores del intervalo de tolerancia, ya que muchas veces este intercepta el valor del LMR en un tiempo posterior a los valores de las últimas concentraciones tisulares detectadas. Esta excesiva extrapolación puede resultar en una inadecuada estimación del tiempo de retiro. La EMEA, propone un intervalo de tolerancia al 95%, lo cual minimiza el problema de la extrapolación y proporciona una estimación más realista del tiempo de retiro.

Método de distribución de t no centralizada (FDA)

El límite superior del intervalo de tolerancia a cualquier tiempo se calcula según la siguiente ecuación:

donde:

k = el 95mo percentil de una distribución de “t” no centralizada con un parámetro no centralizado “d” y grados de libertad igual a S2.

z = 95mo percentil de una distribución estándar normalizada.

Para calcular el valor de “k”, referirse a D.B. Owen, Handbook of Statistical Tables, Addison-Wesley, Reading, Massachusetts (1962). Empleando el valor de “d” y la tabla de factores para el cálculo de los valores críticos de la distribución de “t” no centralizada con un percentil del 95% (0,95) y “n” grados de libertad.

El límite superior del intervalo de tolerancia se calcula como el antilogaritmo del valor calculado. Inspeccionar que el valor estimado no exceda el valor del LMR, si  esto ocurre se debe incrementar el valor de t y repetir el procedimiento de cálculo hasta que el valor calculado sea inferior al LMR, en ese caso el valor de t se corresponde con el tiempo de retiro.

Método de Stange (EMEA)

El cálculo del límite superior del intervalo de tolerancia al 95% con un intervalo de confianza al 95% puede realizarse también con el procedimiento reportado por de Stange

 el cual se describe a continuación:

Ty = a + bt +kT sy.x

donde: 

Ty = límite superior del intervalo de tolerancia a un tiempo de muestreo determinado

a = punto donde la recta cruza al eje de la ordenada

b =  pendiente de la recta

t  = tiempo.

Los respectivos valores estadísticos de la distribución normal estandarizada son:

- Para 1-? = u1-? = 1.6449

- Para 1-? = u1-? = 1.6449

Sy, x =  error residual,  ()* = (2n-5) de acuerdo a Graf et al.

La corrección propuesta por Graaf (usando el término (2n-5) en lugar de (2n-4), resulta en un límite del intervalo de tolerancia ligeramente mayor. De acuerdo a Stange, la ecuación es válida para un valor de n ? 10, mientras que Graf incrementa la validez del cálculo a un valor de n ? 20.

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Fecha de vigencia

Mayo de 2011

Periodicidad de revisión

5 años